引言

线粒体作为细胞内的能量代谢细胞器，其功能障碍与一系列肝脏病变相关。在脂肪肝，肝硬化和肝衰竭等疾病中，均发现线粒体电子传递链 (ETC) 复合物的活性被抑制，线粒体膜电位下降等问题【1-4】。肝脏作为再生能力极强的器官，但是其再生过程中，线粒体的功能尚不明确。

2024年6月14日，德克萨斯大学西南医学中心Prashant Mishra实验室的博士后王逊等在Science杂志发表了题为Metabolic inflexibility promotes mitochondrial health during liver regeneration的研究论文，发现肝脏再生过程中，线粒体通过其代谢的不灵活性，保护再生肝脏健康。

作者首先在分离的再生肝脏线粒体中发现，脂肪酸和酮体的含量增加。肝脏是一个区域性器官，不同区域其再生能力存在差异【5, 6】。作者发现不同区域线粒体中脂肪酸和酮体增加比例与其区域的再生能力呈正相关。通过同位素示踪发现，再生的肝脏中，[U-13C]棕榈酸被代谢产生更多的β-羟基丁酸(M+2)和乙酰辅酶A(M+2)，以及在分离的原代的再生肝细胞中，[1-14C]棕榈酸会被代谢产生更多的[14C]二氧化碳。提示肝脏再生过程中，肝脏脂肪代谢能力上升。脂肪酸氧化主要在线粒体进行，β-氧化过程中，产生NADH和FADH2，随后被线粒体ETC氧化。线粒体ETC由5个复合物组成，为了验证线粒体ETC在其中作用，作者选取 Ndufa9f/f (复合物I)，Sdhaf/f (复合物II)，Uqcrqf/f (复合物III)，Cox10f/f (复合物IV) 和 Atp5f1af/f (复合物V)，5个品系老鼠，通过AAV注射，分别特异性地阻断肝细胞的电子传输。作者发现，经过70%肝脏切除术诱导肝脏再生后，野生型和Ndufa9缺失的肝脏再生正常，Sdha，Uqcrq 或Atp5f1a缺失的肝脏无法再生，并且老鼠在术后1-2天内全部死亡。 Cox10缺失的肝脏无法再生，但是老鼠全部存活，同时有大量的脂肪堆积。先前，谢渭芬实验室和惠利健实验室【7】，以及周斌实验室和Jan S. Tchorz实验室【8】研究揭示，胆管细胞在特定条件下，可转分化为肝细胞。经过作者分析，Cox10缺失的肝脏中，胆管细胞经过转分化，成为肝细胞，以支持肝脏再生。作者为了探寻肝脏中堆积的脂肪来源，使用同位素示踪发现，经过重水(D2O)处理后，肝脏再生过程中，肝细胞内的脂肪并不由其自身合成，而是来自外周脂肪组织的分解。先前丁秋蓉实验室报道【9】，肝脏再生过程中，外周脂肪分解产生的脂肪酸转运进入肝脏，通过影响MIER1蛋白水平，进而影响肝脏再生。β-氧化的重要产物之一是乙酰辅酶A，作者利用代谢组学检测，Cox10缺失的肝脏中，乙酰辅酶A水平显著低于正常肝脏。乙酰辅酶A对组蛋白乙酰化修饰不可或缺。作者利用CHIP-seq发现，组蛋白乙酰化水平下降，导致与细胞周期有关的基因表达下降，进而影响肝脏再生。肝脏中乙酰辅酶A的来源不止于脂肪酸，葡萄糖和乙酸为什么不能产生乙酰辅酶A？作者发现，脂肪的堆积提升肝细胞的PDK4表达，而PDK4的上升，通过磷酸化PDH，抑制丙酮酸到乙酰辅酶A的转化。脂肪的堆积同时降低肝细胞的ACSS1/2蛋白水平，进而抑制乙酸转化为乙酰辅酶A。为确认葡萄糖来源和乙酸来源的乙酰辅酶A转化是否受到抑制，作者利用同位素示踪，通过[U-13C]葡萄糖或[U-13C]乙酸钠发现，Cox10缺失的肝脏中，乙酰辅酶A(M+2)/ 丙酮酸(M+3)或乙酰辅酶A(M+2)/ 乙酸(M+2)的比值显著下降，提示由葡萄糖或者乙酸合成乙酰辅酶A的能力下降。作者为验证PDK4在其中的作用，利用CRISPR-Cas9技术和抑制剂处理肝脏，发现Pdk4缺失或者被抑制时，线粒体ETC缺失的肝细胞进行增殖。外周脂肪组织分解，产生的脂肪酸通过β-氧化，支持正常肝细胞增殖。线粒体ETC缺失的肝细胞，无法利用脂肪酸，使其堆积，进而抑制丙酮酸到乙酰辅酶A的转化，使其无法增殖。当PDK4被抑制时，线粒体ETC缺失的肝细胞，通过利用丙酮酸来源的乙酰辅酶A进行增殖。(Credit: Science)综上所述，本研究发现肝脏再生过程中，肝脏利用其代谢的不灵活性，通过脂质积累，抑制线粒体ETC功能障碍的肝细胞的增殖，以保护肝脏健康。参考文献1. C. Koliaki et al., Adaptation of hepatic mitochondrial function in humans with non-alcoholic fatty liver is lost in steatohepatitis. Cell Metab 21, 739-746 (2015).2. M. Perez-Carreras et al., Defective hepatic mitochondrial respiratory chain in patients with nonalcoholic steatohepatitis. Hepatology 38, 999-1007 (2003).3. H. Cortez-Pinto et al., Alterations in liver ATP homeostasis in human nonalcoholic steatohepatitis: a pilot study. JAMA 282, 1659-1664 (1999).4. B. Fromenty, M. Roden, Mitochondrial alterations in fatty liver diseases. J Hepatol 78, 415-429 (2023).5. L. He et al., Proliferation tracing reveals regional hepatocyte generation in liver homeostasis and repair. Science 371, (2021).6. Y. Wei et al., Liver homeostasis is maintained by midlobular zone 2 hepatocytes. Science 371, (2021).7. X. Deng et al., Chronic Liver Injury Induces Conversion of Biliary Epithelial Cells into Hepatocytes. Cell Stem Cell 23, 114-122 e113 (2018).8. W. Pu et al., Bipotent transitional liver progenitor cells contribute to liver regeneration. Nat Genet 55, 651-664 (2023).9. Y. Chen et al., Acute liver steatosis translationally controls the epigenetic regulator MIER1 to promote liver regeneration in a study with male mice. Nat Commun 14, 1521 (2023).https://doi.org/10.1126/science.adj4301

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文章来源|“BioArt”

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